1、藻類光生物學實驗室新生培訓手冊歡迎各位新生來到藻類光生物學實驗室，在這里你們將度過你們的研究生生涯。為了使你們盡快融入實驗室這個大家庭，為了使你們今后能夠更好的進行科學研究，本實驗室將對所有來到這里的新生進行為期2周的培訓，希望大家能夠積極參與，enjoy it！【培訓內容】了解實驗室規章制度及研究生須知掌握基本實驗技術培訓總結一 了解實驗室規章制度及研究生須知 為了使實驗室能夠高效、有序的運轉，藻類光生物學實驗室制定了自己實驗室的規章制度，每位在這個實驗室學習工作的人員都必須遵守這些規章制度，同時，各位研究生還需要遵守研究生守則，以保證自己能夠順利畢業。 培訓方式：抄寫并熟知相關規則。 培訓

2、時間：入學第一周第一天二 掌握基本實驗技術 為了能夠進行科學研究，一些基本實驗技術的掌握是必須的，新生將在實驗室技術人員的指導下對實驗技術進行熟練操作、掌握。以下是藻類光生物學實驗室必須掌握的實驗技術，新生在進行實際操作前，必須先對實驗原理及步驟進行預習。 培訓時間：開學第一、二周1. 海水二氧化碳系統各分量的計算：氣態CO2溶入海水后，一方面服從亨利定律（在一定溫度下，氣體在液體中的飽和濃度與液面上該氣體的平衡分壓成正比）：CO2(g)CO2(aq)，因此CO2的平衡溶解度CO2與CO2的平衡分壓pCO2之間的線性關系可表示為CO2(aq)= KH*pCO2，KH是海水中二氧化碳的溶解度系數

3、與溫度、鹽度和壓力有關;另一方面，CO2還和水反應生成碳酸，CO2H2O H2CO3，然后，H2CO3分兩步電離H2CO3K1 H+ HCO3-K2 CO32- 2H+K1= aH+HCO3-/H2CO3 （1）K2= aH+CO32-/HCO3- （2）K1、K2、分別是碳酸的第1、第2表觀解離常數, 其中HCO3 +2 CO32-=Ac （3）Ac為碳酸鹽總堿度,它跟海水總堿度(AT )有如下關系：Ac=AT - 2.206 ×10-5 × Cl × KB/（KB + aH+） = AT BCl是海水氯度，KB 是硼酸的解離常數當海水溫度、鹽度確定時，KH、K

4、1、 K2、 B值都可查表得到，這樣通過測定海水的pH 和總堿度，按下列方程即可計算碳酸鹽體系各組分(HCO3-、CO32-、CO2*、CO2)的濃度和pCO2。由公式（1）（2）和（3）可得碳酸系統各組分計算公式：HCO3-=Ac/(1+ 2K2/aH+)CO32-Ac×(K2/aH+)/(1+2K2/aH+)CO2*= (Ac×aH+/K1 )/(1+ 2 K2/ aH+)CO2HCO3 + CO3 + CO2*=Ac×(1+K2/ aH+ aH+/K1)/(1+ 2 K2/ aH+)pCO2= CO2*/KH因為海水中CO2(aq)和H2CO3是無法區分的，

5、所以用CO2*表示兩者的總和，以上各參數計算在軟件CO2 SYS 完成 (By：Lewis, E., and D. W. R. Wallace. 1998. Program Developed for CO2 System Calculations. ORNL/CDIAC-105. Carbon Dioxide Information Analysis Center, Oak Ridge National Laboratory, U.S. Department of Energy, Oak Ridge, Tennessee.)。計算題：當溫度是10時，pH值為8.3的海水總堿度為2.5

6、5;10-3mol/L, 鹽度是31， 查表得B值為8×10-5mol/L，CO2溶解系數為4.621×10-2mol/L/atm, pK1和pK2分別是5.98和9.10，求海水中各種DIC組分的含量。2 細胞色素的定量2.1葉綠素a（chla）、葉綠素c（chlc）和類胡蘿卜素【實驗原理】根據chla甲醇提取液在665nm處有最大吸收峰，利用分光光度計法測定chla的含量。【實驗步驟】1）將藻體置于一定量的甲醇中，放置于4的冰箱內過夜處理。2）1500g離心10min，取上清，用分光光度計測定其在750、665、652的OD值。3）按照Porra提供的公式, Chla

7、(g/ml)=16.29*（A665A750）8.54*（A652A750），計算其含量。采用Jeffrey& Haxo的公式計算chlc含量：chlc(g/ml)=67.3×A635-14.1×A668A635和A668代表波長為635和668的吸收值。 采用Strickland & Parsons的公式計算類胡蘿卜素含量：Carotenoids(g/ml)=7.6*(A480A750）-1.49*(A510A750) 2.2藻紅（PE）和藻藍蛋白（PC）1）取約為0.2g的藻體，在研缽內加入一定量的石英砂和少量的磷酸緩沖液（pH6.8）將藻體研碎，2）加

8、約10ml的磷酸緩沖液10000r/min離心10分鐘，取上清液，將沉淀物繼續研磨，并重復上面的步驟，3）最后將溶液定容為25ml，然后用分光光度計測定A455、A564、A592 、A618 和A645值。PE和PC的含量按下列公式計算：PE= (A564-A592)-(A455-A592)* 0.2/0.12 PC= (A618-A645)-(A592-A645)* 0.51/0.15注意事項：1.藻體研磨要盡量充分，直至離心沉淀物基本無顏色。計算題：已知培養液中藻體的濃度是105cells/ml, 取10ml培養液，離心，用5ml甲醇過夜處理后，離心取上清，測得其在750、665、652

9、的OD值分別是0.001、0.0082、0.0026，求單位細胞藻體中葉綠素含量。問答題： 1. 為什么在測定葉綠素定量或掃描吸收光譜時，通常需要測定750nm的吸光值？2. 色素定量的公式較多，采用不同計算公式，驗證差別的大小。3. 色素的提取，是定量的關鍵， 如何確定提取是完全的？ 對于組織結構負責的藻體，需將其研磨碎后提取， 應注意那些步驟？3.光合作用速率的測定3.1 C14測定方法【實驗原理】浮游植物光合固碳速率（初級生產力）依照Steeman Nielsen（1952）發明的14C同位素標記法來進行測定。浮游植物進行光合作用需要固定海水中的無機碳（DIC），海水中碳元素是以HCO3

10、- 、CO32-、CO2和H2CO3等形式存在，它們之間存在動態平衡，可以相互轉化，這樣當加入H14CO3-時，經過培養之后，通過液閃計數可以計算浮游植物固定了多少14C，再乘以溶液中DIC和H14CO3-的比例，可以推算浮游植物總共固定了多少DIC。【實驗步驟】1）進行光合固碳速率測定時，將取得的水樣用180µm孔徑的篩絹濾去浮游動物，分裝到體積為20ml的石英管中。2）然后用連續加樣器（eppendorf）吸取一定體積的14C液體，按每管100µl（放射活度為5µCi）的加樣量加入，蓋上塞子搖勻后到室外接受陽光照射（或在太陽模擬器下）。3）石英管蓋上或包裹上不

11、同的膜以接受不同的陽光輻射處理，膜的類型因實驗目的的不同而不同，培養過程中用流水水浴控溫（當以模擬器為光源時，用空調控溫），范圍為±2，培養時間一般至少4小時。4）培養完畢后將石英管拿回實驗室內，每個石英管中的水樣過濾到一張GF/F直徑為25mm的玻璃纖維濾膜上，然后放入20ml的液閃瓶中。5）最后將液閃瓶連同濾膜一起放入到一個密閉的塑料盒中，同時在盒中放一小瓶約15ml的濃鹽酸過夜，利用濃鹽酸形成的酸霧將濾膜上未被浮游植物利用的無機14C（即NaH14CO3）轉化為氣體形式去除。6）第二天將液閃瓶取出放入45烘箱中烘干，儲存。7）每個液閃瓶中加入閃爍液（Optiphase Hisa

12、fe 3）3ml。8）放置2-3h后，置于液體閃爍計數儀（Scintillation Counter, BeckmanCoulter, LS6500）中測定。浮游植物固碳量用下列公式計算： gC/L = (CPML-CPMD)/Ce ×If×DIC/ACPML為接受陽光輻射處理樣品中被固定的放射性物質的放射量（每分鐘計數的數目）；CPMD為對照樣品（暗瓶）中被固定的放射性物質的放射量；Ce為計數效率，液閃計數儀的計數效率通過測定14C的標準樣品獲得；If為同位素差別因子，在CO2的固定過程中，細胞對14C和12C的利用率存在差異，12C與14C相比，其同化率快6%，故If為

13、1.06；DIC為培養液總溶解無機碳濃度；A為所加14C的每分鐘裂變數（DPM）（等于所加14C 活度（Ci）×2.2×106）；固碳速率(µg C(µg chl a)-1h-1)由該固碳量除以葉綠素濃度及培養時間得到。【注意事項】：1）由于NaH14CO3在溶液中是一個平衡體系，所以樣品盡量保存在低溫下(4oC)以防止溶液中CO2氣體揮發，污染環境并影響測定結果。2）使用C-14進行實驗操作時盡量遠離，盡量少呆在有污染的空間內，并保持操作空間通風良好，以盡量減少呼吸吸入造成內輻射。3）樣品處理是關鍵，否則會影響實驗結果，甚至看到的實驗現象為假象。得到的

14、樣品酸化一定要充分(酸不能重復使用，一般2-3次就要更換；酸化時間足夠，一般酸化過夜)；野外實驗時，酸化后樣品一般要烘干(或-20oC)保存，烘干溫度不能超過60oC(50-60oC)，烘干時間>6h。樣品帶回實驗室測定時，加入閃爍液后最好放置2-3h后測定，以便使樣品充分消化，然后再進行計數。4）加入C14的量與葉綠素濃度的關系（參考數值）：<0.1g chla/L 加10Ci；0.15g chla/L 加5Ci；>5 g chla/L 加1Ci5）14C（Amersham bioscience UK Limited），為NaH14CO3濃縮液（12.5ml, 總活度25m

15、Ci即2mCi/ml），使用前稀釋到50µCi/ml。具體操作為：先用普通濾紙預先過濾一定體積的海水，再用直徑50mm孔徑0.47µm的微孔濾膜反復過濾。為防止在接下來的滅菌過程中海水發生結晶，加蒸餾水將其稀釋到80%，然后用此80%的海水將NaH14CO3濃縮液稀釋， 115下滅菌20分鐘，保存于4冰箱中備用。計算題：在20ml海水中加入5Ci C-14，培養6小時后，過濾、酸化、烘干、加入液閃計數，到得的數值是CPML是9754.4，CPMD是1034.8，已知液閃計數儀的計數效率為0.96，海水中葉綠素濃度為0.32g/L, DIC濃度為2.2mM，求海水中浮游植物的

16、固碳速率(µg C(µg chl a)-1h-1)。3.2氧電極法 （開放系統法，封閉系統法，原理與測CO2一樣， 見下）測定一段時間反應槽中溶解氧濃度的變化，根據溶解氧濃度的變化、引起變化所需要的時間以及反應槽的容積可以計算光合作用速率。【注意事項】1） 需要保持溫度的恒定，并進行攪拌。2） 通常測定是在封閉系統中完成的，因此反應容器中溶解氧的濃度隨反應時間的延長而增大，考慮到氧氣對光合作用的阻礙作用，需要按時用氮氣充氣，使得反應液中溶解氧的濃度不超過30%，反應器中細胞濃度不能過高。3） 大型海藻的光合作用應該采用開放系統的流水測定法，以消除“瓶效應”。 P-C cur

17、ve測定1）將細胞懸浮于無碳海水中后，取一定體積量注入反應容器，在400molm-2s-1光強下，使細胞進行光合作用2） 當細胞體內的“CO2”耗竭（凈放氧速率為零）之后，添加NaHCO3溶液，在各種“CO2”濃度下測定藻類的光合作用速度。Km（DIC或CO2）根據Michaelis-Menten方程擬合求得：V=Vm*S/(Km+S)V：給定無機碳濃度下的凈光合放氧速率Vm：飽和無機碳濃度下的凈光合放氧速率S：DIC或CO2濃度Km：達到最大光合速率（Vm）一半時的無機碳（DIC或CO2）濃度注意事項1）無CO2緩沖液的配制不當或藻類材料的清洗不完全，都會使得藻類光合放氧達到零所需的時間拉長

18、。這種情況下，細胞在強光照和低CO2濃度下容易受損傷，導致光合作用活性降低;同時也會增加細胞對低CO2濃度的適應性，影響光合作用對CO2親和程度的判斷。使細胞內“CO2”耗竭所需的時間一般不能超過30 min。如果超過30 min,應該重新配制無CO2緩沖液和實驗材料。2）測定條件的確定 除了CO2以外影響光合作用速度的主要因子有光照強度、光質、溫度、溶解氧濃度及水流等。因此，在測定某種藻類光合作用與CO2濃度關系之前.首先需要確定光合作用速度飽和時的光照強度，然后在此光照條件下確定其最適溫度。在測定過程中，必須保持光照與溫度條件的恒定，進行攪拌，在短時間內完成測定。通常測定是在封閉系統中進行

19、的，因此反應容器中的溶解氧濃度隨著時間延長而增大。為了獲得具有可重復性、可靠的數據，考慮到氧氣對光合作用的阻礙作用，需要按時用氮氣充氣，使得反應液中的溶解氧濃度不超過30%。大型藻類的光合作用可以采用開放系統的流水測定法川。用此方法進行光合作用測定時，新鮮的海水不斷地流過藻體，不易發生“瓶效應”(封閉系統測定時氧濃度增高、無機碳濃度降低等導致光合作用低下的現象)。3）無CO2緩沖液(反應液)的配制通常將具有緩沖作用的培養液作為光合作用測定時的反應液。如果測定能在短時間內完成的話，只用緩沖液作為反應液也可以。無CO2（CO2-free）緩沖液在調配各種CO2濃度反應液時是必需的。測定海產藻類時用

20、低濃度的鹽酸將海水處理到酸性(pH<5)，將HCO3-與CO32-離子轉化為CO2后，再以N2充氣將CO2驅出水面。充N2的時間控制在10-20 min就行，水量多時可適當延長。將海水中的CO2除掉之后，邊充氮氣，邊向海水中添加緩沖劑，再以NaOH溶液(將過飽和的NaOH溶液用帶密封蓋子的離心管離心，離心后取上清液作為無CO2的NaOH溶液)調節pH。堿性溶液中通常溶解有很多CO32-，但在過飽和NaOH溶液中“CO2”在離心時沉淀下去。測定淡水藻類可直接用N2向蒸餾水充氣，驅逐蒸餾水中少量的“CO2”，然后如上所述，邊充氣、攪拌邊添加緩沖劑，最后以NaOH溶液調節pH。因為調配好的緩沖

21、液中還會有極少量的CO2溶入，所以最好用吸氣器再進行脫氣。光合作用測定時的反應液，通常使用濃度為2550 mmol/L的緩沖液(根據設定pH值的不同，選擇MES, HEPES, Bis-Tris-Propane, Tricine, PIPES等)。這些緩沖液均不被細胞吸收，所以對細胞的生理活性不產生影響。 P-I curve測定通過調節光源與反應槽的距離而獲得不同水平的光照強度(0, 50, 100, 300, 600, 900 mol·m-2·s-1)，光照強度用光量子計測定。 在PI曲線中，最大凈光合速率(Pmax)、暗呼吸速率(Rd)從曲線中直接讀出，光合效率()是P

22、-I曲線的初始斜率(即光合作用在光限制部分的斜率)。光補償點及光飽和點的計算公式為：Ic = -Rd /, Ik = (Pmax+Rd)/(Henley 1993)。3.3 紅外氣體分析法開放系統法：用葉室分析儀開放氣路系統法測定大型海藻在空氣中的CO2吸收速率。測定時所采用的溫度水平通過調節空調房中的溫度而控制(在分析儀上可以顯示葉室中藻體的溫度)。測定呼吸速率時使葉室處于黑暗之中。根據光合儀上“C”值 (氣路經過葉室所造成的CO2濃度差) 及所用的藻量(最后的干重)和氣流量而計算光合(或呼吸)速率。其計算公式為：Pn =C×F×60×273/(273+T)&#

23、215;22.4×DW，其中F表示氣體流速(L min-1); T為光合反應溫度(oC); DW為藻樣干重（g）。 計算題：從海水中取一片藻體，吸干其表面水分稱得其重量是0.7g，放入葉室分析儀測其光合作用速率，維持環境溫度為25 oC，在一定光強條件下，其恒定C為40ppM，氣體流速為0.2 L/min, 求該藻體的光合作用速率(mole C g-1(d.w.)h-1)，已知該海藻的干濕比為1：7。4 微藻常用培養法4.1分批培養(batch culture)在一個相對獨立密閉的系統中，一次性投入培養基對微生物進行接種培養的方式一般稱為分批培養 (batch culture) 。由

24、于它的培養系統的相對密閉性，故分批培養也叫密閉培養（ closed culture ）。分批培養特點：1）操作簡單。培養系統屬于封閉式，培養過程中除了控制溫度和光強外，不進行其他任何控制。2）直觀反映細胞生長代謝的過程。分批培養中，細胞的生長分為4個階段：遲緩期,對數期、穩定期及衰亡期。3）培養周期短，染菌和細胞突變的風險小。 4.2半連續式培養（semi-continuous culture）半連續式培養又稱為重復分批式培養或換液培養，在細胞增長和產物形成過程中，每間隔一段時間，從中取出部分培養物，再用新的培養液補充，使維持細胞濃度恒定或培養液總體積不變。半連續培養特點：1）細胞可持續指數生

25、長，并可保持產物和細胞在一較高的濃度水平，培養過程可延續到很長時間。2）可進行多次收獲。5 常用培養基的配置5.1 f/2 Medium f/2 Medium (Guillard & Ryther 1962, Guillard 1975)向950 mL過濾海水中加入下列物質： QuantityCompound Stock SolutionMolar Concentration in Final Medium1 mL NaNO3 75 g/L dH2O 8.83 x 10-4 M1 mL NaH2PO4 · H2O 5 g/L dH2O3.63 x 10-5 M1 mL *Na

26、2SiO3 · 9H2O* 30 g/L dH2O* 1.07 x 10-4 M*1 mL f/2 trace metal solution (see recipe below)-0.5 mLf/2 vitamin solution (see recipe below)-加過濾海水直到最終體積為1L，高壓滅菌。注意：高壓滅菌事會產生大量的硅沉淀，因此，當藻類不需要硅時可以不添加硅元素。f/2 Trace Metal Solution(Guillard & Ryther 1962, Guillard 1975) 向 950 mL 蒸餾水中加入下列物質:QuantityCompo

27、und Stock SolutionMolar Concentration in Final Medium3.15 g FeCl3 · 6H2O -1 x 10-5 M4.36 g Na2EDTA · 2H2O -1 x 10-5 M1 mL CuSO4 · 5H2O 9.8 g/L dH2O4 x 10-8 M1 mL Na2MoO4 · 2H2O 6.3 g/L dH2O 3 x 10-8 M1 mL ZnSO4 · 7H2O 22.0 g/L dH2O 8 x 10-8 M1 mL CoCl2 · 6H2O 10.0 g/L d

28、H2O 5 x 10-8 M1 mL MnCl2 · 4H2O 180.0 g/L dH2O 9 x 10-7 M加蒸餾水至最終體積為1L，高壓滅菌。 f/2 Vitamin Solution(Guillard & Ryther 1962, Guillard 1975) 向950 mL蒸餾水中加入下列物質： QuantityCompound Stock SolutionMolar Concentration in Final Medium1 mL Vitamin B12 (cyanocobalamin)1.0 g/L dH2O1 x 10-10 M10 mL Bio

29、tin 0.1 g/L dH2O 2 x 10-9 M200 mg Thiamine · HCl -3 x 10-7 M加蒸餾水至最終體積為1L，4保存。注意：因為維生素B12和生物素是以結晶形式存在，因此在配制母液的時候，1mg維生素B12只需加0.89mL dH2O，1mg生物素只需加9.6mL dH2O。5.2 K MediumK Medium (Keller et al. 1987)向950 mL過濾海水中加入下列物質：QuantityCompound Stock SolutionMolar Concentration in Final Medium1 mL NaNO3 75

30、 g/L dH2O 8.83 x 10-4 M1 mL NH4Cl 2.68 g/L dH2O 3.63 x 10-5 M1 mL beta-glycerophosphate 2.16 g/L dH2O 1 x 10-5 M1 mL* Na2SiO3 · 9H2O* 30 g/L dH2O* 1.07 x 10-4 M*1 mL H2SeO3 1.29 mg/L dH2O 1 x 10-8 M1 mL Tris-base (pH 7.2) 121.1 g/L dH2O 1 x 10-3 M1 mL K trace metal solution (see recipe below)-0

31、.5 mL f/2 vitamin solution (see recipe below)-加過濾海水直到最終體積為1L，高壓滅菌。 K Trace Metal Solution(Keller et al. 1987)向 900 mL 蒸餾水中加入下列物質:QuantityCompound Stock SolutionMolar Concentration in Final Medium41.6 g Na2EDTA · 2H2O -1 x 10-4 M3.15 g FeCl3 · 6H2O -1 x 10-5 M1 mL Na2MoO4 · 2H2O 6

32、.3 g/L dH2O 1 x 10-8 M1 mL ZnSO4 · 7H2O22.0 g/L dH2O1 x 10-9 M1 mL CoCl2 · 6H2O 10.0 g/L dH2O 1 x 10-9 M1 mL MnCl2 · 4H2O180.0 g/L dH2O 1 x 10-8 M1 mL CuSO4 · 5H2O 9.8 g/L dH2O1 x 10-8 M加蒸餾水至最終體積為1L，高壓滅菌。 f/2 Vitamin Solution(Guillard & Ryther 1962, Guillard 1975) 向950 m

33、L蒸餾水中加入下列物質： QuantityCompound Stock SolutionMolar Concentration in Final Medium1 mL Vitamin B12 (cyanocobalamin)1 g/L dH2O 1 x 10-10 M10 mL Biotin 0.1 g/L dH2O 1 x 10-9 M200 mg Thiamine · HCl -1 x 10-7 M加蒸餾水至最終體積為1L, 過濾消毒到塑料瓶中，4保存。注意：因為維生素B12和生物素是以結晶形式存在，因此在配制母液的時候，1mg維生素B12只需加0.89mL dH2O，1mg生物

34、素只需加9.6mL dH2O。三 培訓總結 通過座談或書面的方式，總結這次培訓的所得及感受，歡迎對培訓提出建設性意見。 時間：開學第二周最后一天 6.葉綠素熒光技術葉綠素熒光動力學（chlorophyll fluorescence dynamics）技術被稱為研究植物光合功能的快速、無損傷探針。葉綠素熒光動力學技術在測定植物光合作用過程中光系統對光能的吸收、傳遞、耗散、分配等方面具有獨特的作用，與“表觀性”的氣體交換指標相比，葉綠素熒光參數更具有反映“內在性”的特點。葉綠素熒光分析具有觀測手續簡便，獲得結果迅速，反應靈敏，可以定量，對植物無破壞，少干擾等特點。它既可以用于葉綠體、葉片

35、和藻類，也可以遙感用于群體、群落。它既是室內光合作用基礎研究的先進工具，更是室外自然條件下診斷植物體內光合機構運轉狀況、分析植物對逆境響應機理的重要方法。葉綠素熒光與光合作用能量轉換的效率之間有著清晰的定量關系，而且這種關系并不復雜，基本法則很簡單，符合能量守恒定律和愛因斯坦能量方程。當光被葉綠素分子吸收后，葉綠素分子由基態（低能態）躍遷到激發態（高能態）。激發態很不穩定，會釋放能量回到基態。激發態分子釋放能量的方式有3種：進行光合作用（光化學反應）、發出熒光和以熱的形式耗散掉。根據能量守恒定律，三者有如下關系：熒光 + 光化學 + 熱 = 1F0:初始熒光，也稱基礎熒光，是在暗適應狀態下當P

36、SII的所有反應中心處于完全開放狀態（qp=1）并且所有的非光化學過程處于最小時（qn=0）時的熒光產量。Fm：最大熒光，是在暗適應狀態下當PSII的所有反應中心處于關閉狀態（qp=0）并且所有的非光化學過程處于最小時（qn=0）時的熒光產量。Fv：暗適應狀態下當所有的非光化學過程處于最小時的最大可變熒光，Fv=Fm-FoFm在光適應狀態下當PSII的所有反應中心處于關閉狀態（qp=0）并且所有的非光化學過程處于最優時（qn>0）時的熒光產量。Fo 在光適應狀態下當PSII的所有反應中心處于開放狀態（qp=1）并且所有的非光化學過程處于最優時（qn>0）時的熒光產量。Fv/Fm是P

37、SII的最大光化學量子產量，又叫原初光化學的最大產量、PSII光化學反應的潛在產量、PSII潛在最大量子產量等，它反映的是當所有PSII反應中心均處于開放狀態時的量子產量。當藻類或植物受到脅迫時，Fv/Fm顯著下降。因此，Fv/Fm是研究光抑制或各種環境脅迫對光合作用影響的重要指標。Fv/Fm是PSII光化學的有效量子產量，代表激發能被開放的反應中心捕獲的效率，它定量了由于熱耗散的競爭作用而導致PSII的光化學被限制的程度。由于在光適應狀態下非光化學過程的到活化，因此Fv/Fm往往小于Fv/Fm任何使熒光從其最大值下降的過程均可稱之為熒光淬滅，熒光淬滅程度一般用淬滅系數q（0q1）來表示。葉綠

38、素熒光淬滅一般分為光化學淬滅（qn）和非光化學淬滅（qn或NPQ）6.1 Xe-PAM操作步驟：1.在電腦上雙擊Wincont軟件進入操作界面；2.將樣品加入樣品池，放入樣品槽，根據Ft值（300-500）設置PAM-gain，取出樣品池（或樣品池中加入參比液，如培養基濾液等）點擊Auto-zero，實驗過程中無論改動什么參數，測量前都需自動調零，根據需要在設置窗內設置相應參數（可以保存以便下次使用）；3.暗適應樣品要想獲得Fv/Fm，需要點擊界面右側參數區Fm按鈕，然后點擊SAT-Pulse按鈕獲得相應Yield值；4.同樣在Light curve，Induced curve界面獲得相應曲線

39、。6.2GFS-3000F操作步驟：1) 使用前需對分析器進行校準：需聯機對儀器進行校準，參閱說明書。當|dCO2|>2ppm 時需對CO2 進行校對零點；當|dH2O|>200ppm 時需對H2O 進行零點校對。如果使用頻率較多的話，一般每隔1-2 周需進行零點校準，可每隔3-5 個月進行CO2 和H2Ospan（最大值） 校準。2) 連接儀器。連接葉室和主機，連接時注意From 和To 管的連接。連接進氣管和電源。3) 關閉葉室，開機。在菜單系統（System）下選擇打開測量模式（Measure mode on），然后選擇標準測量頭（Standard head）或熒光附件（LED-Arry/PAM- Module3055-FL）。在測量模式（Measure mode）下預熱3060 分鐘。4) 在菜單設置下進行文件名和參數的設定。首先設定文件名（File name）。然后設定流速（Flow），流速的范圍600900，氣體交換強度較小時流速值可設定低一些，標準設定為750。設定流速之后，可設定CO2 和H2O 的濃度。若利用環境大氣，不需控制CO2濃度，則不必設定，而且須將CO2 吸收管換為空管；控制CO2 濃度需先將CO2 吸收管換上，同時安裝好CO2 注入系統（小鋼瓶）；取消CO2 設定操作：選擇CO2，選OF