昆明理工大學醫學院生理學實驗報告(供臨床醫學專業使用)實驗一坐骨神經-腓腸肌標本制備[1]實驗目的1.學習機能學實驗基本的組織分離技術；2.學習和掌握制備蛙類坐骨神經-腓腸肌標本的方法；3.了解刺激的種類。[2]實驗原理蛙類的一些基本生命活動和生理功能與恒溫動物相似，若將蛙的神經-肌肉標本放在任氏液中，其興奮性在幾個小時內可保持不變。若給神經或肌肉一次適宜刺激，可在神經和肌肉上產生一個動作電位，肉眼可看到肌肉收縮和舒張一次，表明神經和肌肉產生了一次興奮。在機能學實驗中常利用蛙的坐骨神經-腓腸肌標本研究神經、肌肉的興奮、興奮性，刺激與反應的規律和肌肉收縮的特征等，制備坐骨神經腓腸肌標本是機能學實驗的一項基本操作技術。[3]實驗對象蛙[4]實驗藥品任氏液[5]儀器與器械普通剪刀、手術剪、眼科鑷(或尖頭無齒鑷)、金屬探針(解剖針)、玻璃分針、蛙板(或玻璃板)、蛙釘、細線、培養皿、滴管、電子刺激器。[6]實驗方法與步驟①破壞腦、脊髓取蛙一只，用自來水沖洗干凈(勿用手搓)。左手握住蛙，使其背部向上，用大拇指或食指使頭前俯(以頭顱后緣稍稍拱起為宜)。右手持探針由頭顱后緣的枕骨大孔處垂直刺入椎管(圖3-1-1)。然后將探針改向前刺入顱腔內，左右攪動探針2～3次，搗毀腦組織。如果探針在顱腔內，應有碰及顱底骨的感覺。再將探針退回至枕骨大孔，使針尖轉向尾端，捻動探針使其刺入椎管，搗毀脊髓。此時應注意將脊柱保持平直。針進入椎管的感覺是，進針時有一定的阻力，而且隨著進針蛙出現下肢僵直或尿失禁現象。若腦和脊髓破壞完全，蛙下頜呼吸運動消失，四肢完全松軟，失去一切反射活動。此時可將探針反向捻動，退出椎管。如蛙仍有反射活動，表示腦和脊髓破壞不徹底，應重新破壞。圖2-1-1搗毀蟾蜍脊髓①在操作過程中，應給神經和肌肉滴加任氏液，防止表面干燥，以免影響標本的興奮性。②標本制成后須放在任氏液中浸泡數分鐘，使標本興奮性穩定，再開始實驗效果會較好。[8]實驗圖像[10]結果及分析①搗毀腦脊髓后的蛙應有何表現？②制備好的神經肌肉標本為何要放在任氏液中？③如何判斷制備的神經肌肉標本的興奮性？[11]思考題①用各種刺激檢驗標本興奮性時，為什么要從中樞端開始？②刺激有幾種形式?

實驗二心臟灌流[1]［實驗目的］

1.學習蛙離體心臟灌流方法。

2.觀察Na+、K+、Ca2+、H+、腎上腺素、乙酰膽堿等因素對心臟活動的影響。

[2]［實驗原理］

心臟的正常節律性活動需要一個適宜的內環境(如Na+、K+、Ca2+等的濃度及比例、pH值和溫度)，而內環境的變化則直接影響到心臟的正常節律性活動。在體心臟還受交感神經和迷走神經的雙重支配，交感神經末梢釋放去甲腎上腺素，使心肌收縮力加強，傳導速度加快，心率加快；迷走神經末梢釋放乙酰膽堿，使心肌收縮力減弱，心肌傳導速度減慢，心率減慢。將失去神經支配的離體心臟保持于適宜的理化環境中(如任氏液)，在一定時間內仍能產生自動節律性興奮和收縮。而改變任氏液的組成成分，離體心臟的活動就會受到影響。

[3]［實驗對象］

蛙[4]［實驗藥品］

任氏液、0.65％NaCl、2％CaCl2、1％KCl、1：10000腎上腺素、1：10000乙酰膽堿[5]［儀器與器械］

計算機生物信號采集與處理系統(或二道生理記錄儀)、張力換能器、蛙類常用手術器械一套、玻璃分針、蛙板、蛙釘、蛙心插管、蛙心夾、試管夾、滴管(7支)、試劑瓶(7個)、燒杯、雙凹夾、萬能支架、細線。[6]［實驗方法與步驟］1.標本的制備

(1)離體蛙心標本制備(斯氏蛙心插管法)

取蟾蜍一只，打開胸腔，暴露心臟。在主動脈干下方穿雙線，一條在左主動脈上端結扎作插管時牽引用；另一根在動脈球上方打一活結備用(用以結扎和固定插管)。玻璃分針將心臟向前翻轉,在心臟背側找到靜脈竇,在靜脈竇以外的地方做一結扎(切忽扎住靜脈竇),以阻止血液繼續回流心臟(也可不進行此操作)。圖3-4-1插管進入心室示意圖左手提起左主動脈上方的結扎線，右手持眼科剪在左主動脈根部(動脈球前端)沿向心方向剪一斜口，將盛有少許任氏液、大小適宜的蛙心插管由此開口處輕輕插入動脈球。當插管尖端到達動脈球基部時，應將插管稍向后退(因主動脈內有螺旋瓣會阻礙插管前進)，并將插管尾端稍向右主動脈方向及腹側面傾斜，使插管尖端向動脈球的背部后方及心尖方向推進，在心室收縮時經主動脈瓣進入心室(見圖3-4-1)。注意插管不可插得過深，插管的斜面應朝向心室腔，以免插管下口被心室壁堵住。

若插管中任氏液面隨心室的收縮而上下波動，則表明插管進入心室，可將動脈球上已準備好的松結扎緊，并固定于插管側面的鉤上，以免蛙心插管滑出心室。剪斷結扎線上方的血管，輕輕提起插管和心臟，在左右肺靜脈和前后腔靜脈下引一細線并結扎(參考圖3-4-1)，于結扎線外側剪去所有相連的組織則得到離體蛙心。此步操作中應注意靜脈竇不受損傷并與心臟連結良好。最后，用任氏液反復換洗插管內的任氏液，直到插管中無殘留血液為止。此時，離體蛙心標本制備成功，可供實驗。

②左手拉住腹主動脈上結扎線頭，于動脈球上剪一小口，將裝有魚用生理鹽水的的蛙心套管插入動脈球，并順勢推入心室，此時可以看到套管內的液面隨心臟搏動而上下移動。用滴管不斷更換套管中的灌流液，沖洗心室直至沒有血液為止，束緊備用線連同套管尖端一起結扎，并將線頭系在套管壁上的小突起上，達到固定作用。最后剪斷腹主動脈，提起心臟用線盡量遠離靜脈竇將其他血管結扎。在結扎外方剪斷各組織。此時心臟完全離體，借灌流液而正常搏動。

2.實驗裝置連接

按圖3-4-2將蛙心插管固定于支架上，在心室舒張時將連有一細線的蛙心夾在心臟舒張時夾住心尖，并將細線以適宜的緊張度與張力換能器相連。張力傳感器的輸出線與計算機生物信號采集處理系統或二道生理記錄儀的輸入通道相連。

圖3-4-2蛙心灌流的記錄儀描記裝置實驗項目

(1)記錄心臟在只有任氏液時的收縮曲線，觀察心率及收縮幅度，并將其作為正常對照。

(2)Na+的作用：用吸管吸出插管中的任氏液后，換以等量的0.65％氯化鈉溶液，記錄并觀察心跳的變化。有變化出現時，應立即將插管內液體吸出，并以等量任氏液換洗2～3次，至心跳恢復正常。

(3)Ca2+的作用：將1～2滴2％的氯化鈣溶液加入灌流液中，記錄并觀察心跳變化。有變化出現時，應立即以等量任氏液換洗數次，至心跳曲線恢復正常。

(4)K+的作用：將1～2滴2％的氯化鉀溶液加入灌流液中，記錄并觀察心跳變化。有變化出現時，應立即以等量任氏液換洗數次，至心跳曲線恢復正常。

(5)腎上腺素的作用：將1～2滴1：10000腎上腺素加入灌流液中，記錄并觀察心跳變化。有變化出現時，應立即以等量任氏液換洗數次，至心跳曲線恢復正常。

(6)乙酰膽堿的作用：將1～2滴1：10000乙酰膽堿加入灌流液中，記錄并觀察心跳變化。有變化出現時，應立即以等量任氏液換洗數次，至心跳曲線恢復正常。

[7]［注意事項］

1.制備離體心臟標本時，勿傷及靜脈竇。

2.蛙心夾應在心室舒張期一次性夾住心尖，避免因夾傷心臟而導致漏液。

3.每一觀察項目都應先描記一段正常曲線，然后再加藥并記錄其效應。加藥時應在心跳曲線上予以標記，以便觀察分析。

4.各種滴管應分開，不可混用。

5.在實驗過程中，插管內灌流液面高度應保持恒定；儀器的各種參數一經調好，應不再變動。

6.給藥后若效果不明顯，可再適量滴加，并密切注意藥物劑量添加后的實驗結果。給藥量必須適度，加藥出現變化后，就應立即更換任氏液，否則會造成不可挽回的后果，尤其是K+，H+稍有過量，即可導致難以恢復的心臟停跳。

7.標本制備好后，若心臟功能狀態不好(不搏動)，可向插管內滴加1～2滴2%CaCl2或1：10000腎上腺素，以促進(起動)心臟搏動。在實驗程序安排上也可考慮促進和抑制心臟搏動的藥物交換使用。

8.謹防灌流液沿絲線流入張力傳感器內而損壞其電子元件。

[8][問題與解釋]

1.插管插入后,管中的液面不能隨心臟搏動而波動,或波動幅度不大，影響結果的觀察。(1)

插管插到了主動脈的螺旋瓣中，未進入心室。

(2)插管插到了主動脈壁肌肉和結締組織的夾層中。

(3)插管尖端抵觸到心室壁。

(4)插管尖端被血凝塊堵塞。

2.插管后，心臟不跳動。

(1)心室或靜脈竇受損。

(2)插管尖端深入心室太多；或尖端太粗，心臟太小(魚類容易出現)影響到心室臟的收縮。(3)心臟機能狀態不好。[9][實驗圖像]氯化鈉氯化鈣氯化鉀腎上腺素乙酰膽堿

[10][實驗結果]

剪貼記錄曲線，并對實驗結果進行分析討論。

實驗三影響尿液生成的因素[1][實驗目的]

學習用膀胱套管或輸尿管套管引流的方法，觀察不同生理因素對動物尿量的影響。加深對尿生成調節的理解。

[2][實驗原理]

尿是血液流過腎單位時經過腎小球濾過，腎小管重吸收和分泌而形成的，凡對這些過程有影響的因素都可影響尿的生成。腎小球的濾過作用取決于腎小球的有效濾過壓，其大小取決于腎小球毛細血管血壓，血漿的膠體滲透壓和腎小囊內壓。影響腎小管重吸收作用主要是管內滲透壓和腎小管上皮細胞的重吸收能力，后者又為多種激素所調節。

[3][實驗對象]

兔

[4][實驗藥品]醫用酒精、生理鹽水、溫熱的生理鹽水，利尿激素。

[5][儀器與設備]

計算機生物信號采集處理系統(或二道生理記錄儀、電子刺激器)、壓力換能器、保護電極、記滴器、恒溫浴槽、哺乳動物手術器械一套、兔手術臺、氣管插管、膀胱導管(或輸尿管導管)、動脈插管、注射器(1ml、20ml)及針頭、燒杯、試管架及試管、酒精燈等。

[6][方法與步驟]

1.標本的制備

(1)實驗兔在實驗前應給予足夠的菜和飲水。

(2)稱重動物，耳緣靜脈注射20%的氨基甲酸乙酯溶液(5ml·kg-1體重)進行麻醉，待動物麻醉后仰臥固定于手術臺上。

(3)在頸部手術

①暴露氣管，施氣管插管；②分離左側頸總動脈，按常規將充滿肝素生理鹽水的動脈插管插入其內，通過血壓換能器連至記錄裝置，描記血壓。③分離右側的迷走神經，穿線備用，用溫生理鹽水紗布覆蓋創面。

(4)尿液的收集可選用膀胱導管法或輸尿管插管法。

.①膀胱導尿法

自恥骨聯合上緣向上沿正中線作4cm長皮膚切口，再沿腹白線剪開腹壁及腹膜(勿傷腹腔臟器)，找到膀胱，將膀胱向尾側翻至體外(勿使腸管外露，以免血壓下降)。再于膀胱底部找出兩側輸尿管，認清兩側輸尿管在膀胱開口的部位。小心地從兩側輸尿管下方穿一絲線，將膀胱上翻，結扎膀胱頸部。然后，在膀胱頂部血管較少處作一荷包縫合，再在其中央剪一小口，插入膀胱導管，收緊縫線、結扎固定。膀胱導管的喇叭口應對著輸尿管開口處并緊貼膀胱壁。膀胱導管的另一端通過橡皮導管和直管連接至記滴器，并在它們中間充滿生理鹽水。

②輸尿管插管法

沿膀胱找到并分離兩側輸尿管，在靠近膀胱處穿線將它結扎；再在此結扎前約2厘米的近腎端穿一根線，在管壁剪一斜向腎側的小切口，插入充滿生理鹽水的細塑料導尿管并用線扎住固定，此時可看到有尿滴滴出。再插入另一側輸尿導管。將兩插管并在一起連至記滴器。手術完畢后，用溫生理鹽水紗布覆蓋腹部切口。圖3-7-1兔輸尿管及膀胱導尿法1、輸尿管2、插膀胱導管部位3、膀胱導管2.實驗項目(1)記錄正常情況下每分鐘尿分泌的滴數。

(2)耳緣靜脈注射38℃的0.9%NaCl溶液20ml，觀察尿量的變化。(3)耳緣靜脈注射去利尿激素1ml，觀察尿量的變化。

(4)上腹部手術：上腹部剪毛,切開胸骨劍突部位的皮膚，沿腹白線切開長約2cm的切口，小心分離、暴露劍突軟骨及骨柄，用金冠剪剪斷劍骨柄,將縛有長線的金屬鉤鉤于劍突中間部位，線的另一端連張力換能器,記錄呼吸。(5)迷走神經的作用：切斷一側迷走神經，呼吸運動有何變化?

[7][注意事項]

1.選擇家兔體重在2.5-3.0kg左右，實驗前給兔多喂菜葉，或用橡皮導尿管向兔胃內灌入40～50ml清水，以增加基礎尿量。

2.手術動作要輕揉，腹部切口不宜過大，以免造成損傷性閉尿。剪開腹壁避免傷及內臟。

3.因實驗中要多次進行耳緣靜脈注射，因此要注意保護好兔的耳緣靜脈。應從耳緣靜脈的遠端開始注射，逐漸向耳根部推進。

4.輸尿管插管時，注意避免插入管壁和周圍的結締組織中；插管要妥善固定，不能扭曲，否則會阻礙尿的排出。

5.實驗順序的安排是：在尿量增加的基礎上進行減少尿生成的實驗項目，在尿量少的基礎上進行促進尿生成的實驗項目。一項實驗需在上一項實驗作用消失，血壓、尿量基本恢復正常水平時再開始。

6.刺激迷走神經強度不宜過強，時間不宜過長，以免血壓過低，心跳停止。

[8][問題分析]

1.開始實驗尚未給藥時，尿量就很少或無尿

(1)

兔體缺水

(2)

兔本身機能狀況低下，

(3)

輸尿管插管未插入輸尿管內，或輸尿管堵塞，或輸尿管扭曲。

(4)腹部切口過大，引起抗利尿激素分泌，血壓下降，尿量減少。

(5)

氣溫太低，動物未保溫，血管收縮，尿量減少。[9][實驗圖像]正常一側神經被剪兩側神經被剪增大無效腔

[10][實驗結果]

剪貼實驗結果，記錄各項實驗所見的血壓(包括收縮壓、舒張壓、平均壓)和尿量變化。分析這些變化產生的原因。

[11][思考題]

1.靜脈快速注射生理鹽水對尿量有何影響，為什么？

2.靜脈注射利尿激素對尿量有何影響，為什么？迷走神經在節律性呼吸運動中起何作用？

實驗四心血管活動的神經體液調節[1][實驗目的]

學習記錄哺乳動物動脈血壓的直接測定方法，并觀察神經-體液因素對心血管活動的調節。

[2][實驗原理]

在正常生理情況下，心血管活動受神經、體液和自身機制的調節。心臟受交感神經和副交感神經的支配。心交感神經興奮時，使心率加快、心肌收縮力加強，心內興奮傳導加快，心輸出量增加、動脈血壓升高。心迷走神經興奮時，使心率減慢、心房肌收縮力減弱、房室傳導減慢，從而使心輸出量減少、動脈血壓下降。在神經調節中以頸動脈竇-主動脈弓的減壓反射尤為重要，當動脈血壓升高時，壓力感受器發放沖動增加，通過中樞反射性引起心率減慢、心肌收縮力減弱、心輸出量下降、血管舒張和外周阻力降低，使血壓降低。反之，當動脈壓下降時，壓力感受器發放沖動減少，神經調節過程又使血壓回升。支配血管的交感縮血管神經興奮時，使血管收縮、外周阻力增加、動脈血壓升高。

家兔的壓力感受器的傳入神經在頸部從迷走神經分出，自成一支，稱為減壓神經，其傳入沖動隨血壓變化而變化。

心血管活動還受腎上腺素和去甲腎上腺素等體液因素的調節。它們對心血管的作用既有共性，又有特殊性。關鍵取決于心、血管壁上哪一種受體占優勢。腎上腺素對α與β受體均有激活作用，去甲腎上腺素主要激活α受體而對β受體作用很小，因而使外周阻力增加，動脈血壓升高，但對心臟的作用要比腎上腺素弱。

[3][實驗對象]

家兔。

[4][實驗藥品]

生理鹽水，20%氨基甲酸乙脂（或3%戊巴比妥鈉），肝素（500

U·ml-1），1:

10000腎上腺素，1:

10000去甲腎上腺素，1:

10000乙酰膽堿。

[5][儀器與器械]

計算機生物信號采集處理系統（或二道生理記錄儀、刺激器），兔手術臺，手術器械一套，氣管插管，動脈夾，動脈套管、血壓換能器，保護電極，棉線，紗布，棉球、注射器（50、10、2

ml），支架，雙凹夾。[6][實驗方法與步驟]

1.實驗準備：（1）麻醉和固定：家兔稱重后，耳緣靜脈緩慢注射20％氨基甲酸乙酯（5

ml·kg-1）或3%戊巴比妥鈉（1

ml·kg-1）進行麻醉。當動物四肢松軟，呼吸變深變慢，角膜反射遲鈍時，表明動物已被麻醉，即可停止注射。將麻醉的家兔仰臥位固定于兔手術臺上。（2）分離頸部神經、血管和插氣管插管

：頸部剪毛，沿頸部正中線切開皮膚5~7

cm，用止血鉗鈍性分離皮下組織及淺層肌肉，暴露和分離氣管；分離左、右兩側頸總動脈（左頸總動脈盡量分離長些，以做動脈插管用。當向頭端追索到甲狀軟骨上緣，可見到左頸動脈分支為頸外和頸內動脈，在頸內動脈基部有一膨大處，為頸動脈竇。分離右側的迷走神經、交感神經和減壓神經。在分離的氣管、頸總動脈及神經下方各穿一不同顏色的線備用(見5-1)。圖3-5-1頸部分離(3)進行氣管插管（圖3-5-2）圖3-5-2氣管插管示意圖(4)進行動脈插管做插管手術前經耳緣靜脈注射肝素（500

U·kg-1），在左側頸總動脈插入動脈插管（圖3-5-3）。圖3-5-3頸動脈插管示意圖2．連接實驗裝置：

計算機生物信號采集處理系統

將動脈插管通過三通與血壓換能器連接，血壓換能器與計算機生物信號采集處理系統的壓力通道連接；刺激電極與系統的刺激輸出連接；減壓神經的記錄電極導線與系統的一個通道連結。啟動計算機生物信號采集處理分析系統，按系統程序提示進行血壓信號定標，調整放大增益。

3.實驗項目

（1）記錄正常情況下減壓神經放電波形和動脈血壓波形，觀察二者變化關系，注意觀察減壓神經的群集性放電與血壓的波動是否同步?每一群集性放電持續時間?血壓正常值是多少?同時辨認血壓波的一級波和二級波，三級波(圖7.10-2)：圖3-5-4兔頸總動脈的血壓曲線（示波器記錄）一級波（心搏波）：由心室舒縮活動所引起的血壓波動，心縮時上升，心舒時下降，其頻率與心率一致。二級波（呼吸波）：由呼吸運動所引起的血壓波動，吸氣時血壓先下降，繼而上升，呼氣時血壓先上升，繼而下降，其頻率與呼吸頻率一致。三級波：不常出現，可能由心血管中樞的緊張性活動的周期變化所致。

（2）夾閉頸總動脈

用動脈夾夾閉右側頸總動脈10～15

s，觀察血壓與減壓神經放電的變化。在出現一段明顯變化后，突然放開動脈夾，血壓又有何變化。

（3）牽拉頸總動脈

手持左側頸總動脈上的遠心端結扎線，向心臟方快速牽拉3

s。觀察血壓與減壓神經放電的變化。若持續牽拉，血壓與減壓神經放電會有何變化？

（4）靜脈注射乙酰膽堿

待血壓基本穩定后,

由耳緣靜脈注入1:10000乙酰膽堿0.2～0.3

ml，觀測血壓與減壓神經放電的變化。注意動脈血壓降低到何種程度時，群集型放電才減少?或完全停止及其恢復過程。

（5）靜脈注射去甲腎上腺素

待血壓基本穩定后，由耳緣靜脈注入1:10000去甲腎上腺素0.2～0.3

ml，觀測血壓與減壓神經放電的變化。注意何時沖動發放增多?何時分辨不出群集形式?直到血壓繼續增加而發放沖動的頻率不再增加(圖3-5-5)。圖3-5-5家兔