主要內(nèi)容QC的概念精液分析QC的重要性質(zhì)量控制的過程精子濃度、活力及形態(tài)學分析的質(zhì)量控制精漿生化檢測的質(zhì)量控制抗精子抗體檢測的質(zhì)量控制質(zhì)量控制的實施措施1第一頁，共41頁。

質(zhì)量控制（QC）

即質(zhì)量管理。實驗室為了達到質(zhì)量的要求，自行或由權威部門建立觀察分析步驟的變異性，隨時評估檢測結果準確性的一系列相關制度。

目的：尋找和發(fā)現(xiàn)檢測分析過程中的誤差和產(chǎn)生誤差的原因，保持檢測結果準確性的穩(wěn)定。

是達到質(zhì)量保證（QA）的一種手段2第二頁，共41頁。QC的分類內(nèi)部質(zhì)量控制（IQC）：實驗室內(nèi)部所進行的QC。監(jiān)測精確性，并通過控制限外的結果提示分析可能有缺陷。實施IQC的一種方式是將IQC材料與實驗室常規(guī)工作一起檢測，以使用質(zhì)控圖表監(jiān)測這些材料的結果。外部質(zhì)量控制（EQC）：不同的實驗室就同一樣本進行檢測并對所得結果進行評估。EQC允許一個實驗室的結果與其他實驗室比較。其允許不同方法被評估，并以一定規(guī)格比較，其不可能僅在單一實驗室進行。3第三頁，共41頁。QC的重要性

保證不同時間同一實驗室檢驗結果的一致性；保證不同實驗室檢驗結果的可比性4第四頁，共41頁。

質(zhì)量控制過程

分析前質(zhì)量控制：精液樣本的留取、接受、編號、保存等分析中質(zhì)量控制：精液分析過程中的質(zhì)控措施，如質(zhì)控品、SOP、95%可信區(qū)間等分析后質(zhì)量控制：報告的正確發(fā)出至臨床醫(yī)生做出診斷5第五頁，共41頁。1.禁欲時間因素待做精液常規(guī)檢查者的禁欲天數(shù)規(guī)定為2-7天。

2.精液收集的完整性因素推薦采用廣口容器為采精器皿，保證精液沒有丟失。3.精液體積測量的準確性因素采用5版推薦的天平稱重法計算精液體積（推薦使用自動去皮的精密度達0.01g的天平），這是獲得一次射精的精子總數(shù)的關鍵步驟。分析前質(zhì)量控制6第六頁，共41頁。4.雜質(zhì)的干擾因素使用第5版推薦的相差顯微鏡，相差顯微鏡這種高級光學系統(tǒng)能使精液中的大部分雜質(zhì)與精子區(qū)分，使精子頭部發(fā)光，雜質(zhì)顯示為灰色，這樣可以過濾大部分的雜質(zhì)。5.計數(shù)板間隙的準確性因素

計數(shù)板間隙對濃度檢測數(shù)據(jù)的準確性的影響巨大，常使誤差達50%以上。計數(shù)板的深度按照5版要求每6~12個月必須校準一次。分析前質(zhì)量控制7第七頁，共41頁。我們使用FilmetricsF20間隙測量儀分別對Makler（單池，19塊）、Macro（單池，32塊）、Geoffrey（雙池，34塊）、Glodcyto（四池，20塊）、Leja（八池，20塊）和Cell-VU（雙池，20塊）等6種精子計數(shù)池的深度進行精確測量，計算出每個計數(shù)池的平均深度、極差和變異系數(shù)（CV）以及每種計數(shù)池的平均深度、偏差及合格率。

實驗一8第八頁，共41頁。不論是10μm深的計數(shù)池（Makler、Macro、Geoffrey）還是20μm深的計數(shù)池(Glodcyto、Leja、Cell-VU)，沒有一種精子計數(shù)池的深度是100%的合格。Makler、Macro和Geoffrey計數(shù)池的深度分別為（12.72±1.08）、（10.19±0.48）和（10.00±0.28）μm，Glodcyto、Leja和Cell-VU計數(shù)池的深度分別為（23.76±2.15）、（20.49±0.22）、（24.22±2.58）μm。Geoffrey計數(shù)池的合格率最高，為94.12%，其次為Macro（65.63%）和Leja（35%）計數(shù)池，其余三種計數(shù)池的合格率均為0。9第九頁，共41頁。我們利用Filmetrics間隙測量儀精確測量5種不同深度的Geoffrey精子計數(shù)池，然后按照WHO5手冊的要求利用CASA分析高[標稱值為50×106/ml]、低濃度[標稱值為30×106/ml]的質(zhì)控珠的濃度，以及31例精液標本的精子濃度。并分析不同精子計數(shù)池深度所得結果的相關性、相對偏差以及校正系數(shù)。實驗二10第十頁，共41頁。5種精子計數(shù)池的深度分別為8.1、9.1、10.2、11.1、11.9μm。不同深度的精子計數(shù)池計數(shù)的低、高濃度質(zhì)控珠濃度結果均有顯著差異（P<0.01），但低、高濃度質(zhì)控珠濃度與計數(shù)池深度均呈顯著正相關（r均為0.997，P均<0.01）。以10.2μm的計數(shù)板為基準（100%），5種計數(shù)板深度的相應校正系數(shù)分別為：1.26（10.2/8.1）、1.12（10.2/9.1）、1.00（10.2/10.2）、0.92（10.2/11.1）和0.86（10.2/11.9），校正后的各計數(shù)池相對偏差均低于5%。31例精液標本用不同深度的精子計數(shù)池進行檢測，精子濃度結果類似于質(zhì)控珠懸液。11第十一頁，共41頁。在精子濃度分析中，精子計數(shù)池的深度非常關鍵，使用不合格的計數(shù)板，將導致檢測結果產(chǎn)生誤差，這種誤差和計數(shù)板深度誤差成正比。因此，精子計數(shù)板深度應該進行定期校驗，并應以相應的校正系數(shù)對檢測結果進行糾正。12第十二頁，共41頁。我們利用Filmetrics間隙測量儀精確測量4種不同深度的Geoffrey精子計數(shù)池，然后按照WHO5手冊的要求利用CASA系統(tǒng)分析36例精液標本的前向運動精子百分率（PR）、非前向運動精子百分率（NP）和總活動率（PR+NP），并進行比較分析。

實驗三13第十三頁，共41頁。4種精子計數(shù)池的深度分別為9.8、12.7、15.7和19.9μm，測得的PR分別為（44.00±11.63）%、（41.96±12.62）%、（40.86±11.71）%和（37.78±11.38）%，NP分別為（13.54±3.01）%、（14.13±2.94）%、（14.91±3.02）%和（16.53±2.77）%，總活動率分別為（57.53±11.06）%、（56.08±11.97）%、（55.78±11.55）%和（54.31±12.11）%。精子計數(shù)板深度與PR呈顯著負相關（r=-0.993，P<0.05），與NP呈顯著正相關（r=0.989，P<0.05），與活動率呈顯著負相關（r=-0.978，P<0.05）。盡管精子總活動率在4種不同深度的計數(shù)池之間沒有顯著差異，但PR和NP在9.8μm深的計數(shù)池和19.9μm深的計數(shù)池之間均有顯著性差異（P<0.05）。14第十四頁，共41頁。精子計數(shù)池的深度對精子活力的影響不容忽視，不同深度計數(shù)池獲得的結果差異將會給臨床醫(yī)生對患者做出正確的診斷（如弱精子癥）和采取合適的治療措施帶來一定的負面影響。不同深度的精子計數(shù)池應有相應的精子活力正常參考值范圍。15第十五頁，共41頁。6.檢測時間和液化程度的影響檢查精子活力，必須在精液完全液化后進行，最好在60分鐘以內(nèi)進行檢測，以防止脫水、pH值或溫度的變化對精子活力的有害影響。對射出60分鐘后仍沒有完全液化的精液，必須采取措施促使其液化，常用的方法是用注射器連接18號鈍性針頭反復緩慢抽吸，或加入等體積的培養(yǎng)液用加樣器反復吹打，也可以使用菠蘿蛋白酶消化。分析前質(zhì)量控制16第十六頁，共41頁。分析前質(zhì)量控制7.充分混勻后取樣為確保獲得可重復的數(shù)據(jù)，在取樣用于檢測前，應充分混勻標本。當重復取樣的結果一致時才能認可此測定值。混勻精液時不要太劇烈震蕩而產(chǎn)生氣泡。不要在漩渦震蕩器上高速混勻，這樣會損傷精子。建議使用盤式混勻器或三維混勻器。17第十七頁，共41頁。精子濃度分析的質(zhì)量控制18第十八頁，共41頁。分析精子數(shù)為了獲得可接受的較低的吸樣誤差，每次至少分析200條精子評價相同的計數(shù)池兩次，或評價從單一稀釋液充兩次的池都不是真正的重復，由于其不能反映吸樣、混合和稀釋的誤差19第十九頁，共41頁。通過評估更多精子可以減小取樣誤差，但需權衡增加精確度與時間花費及因檢測人員疲勞導致準確性下降之間的利弊。當至少計數(shù)400個精子時，抽樣誤差相對較小，約5%。精子計數(shù)與取樣誤差20第二十頁，共41頁。稀釋兩份標本，分別計數(shù)，可接受差異見下表21第二十一頁，共41頁。表示存在計數(shù)錯誤或者取樣誤差，或者精液未充分混勻，以及在計數(shù)池上精子未隨機分布。此時需要放棄第一次的兩個值并重復評估（不要計數(shù)第三個樣本，取3個值的平均值，或者取3個值中最相近的兩個值的平均值）。對一些不常見的精液標本，如非均質(zhì)的精液標本，甚至取第三批重復樣本仍不能獲得可接受差異值。在這種情況下，計算所有重復樣本的平均值，并記錄在報告中。當計數(shù)結果大于可接受差異22第二十二頁，共41頁。不同類型標本的處理方法高濃度精液標本

運用CASA分析時，精子濃度高于50×106/ml的標本，由于精子之間的相互碰撞，會影響CASA的分析質(zhì)量，為了保證CASA對于濃度分析的準確性，可對標本進行稀釋。

一般儀器對于50×106/ml—100×106/ml濃度的標本能夠進行分析，但準確性不高，要發(fā)表論文或者質(zhì)控要求高的實驗室最好對高于50×106/ml的標本進行稀釋。濃度超過100×106/ml的標本必須進行稀釋23第二十三頁，共41頁。精子活力分析的質(zhì)量控制24第二十四頁，共41頁。CASA較人工分析的優(yōu)勢用CASA（計算機輔助精液分析）分析精子活力，較人工方法具有兩大優(yōu)勢：高精確性和提供精子動力學參數(shù)的量化數(shù)據(jù)

（前向運動和超活化運動，即獲能精子特征參數(shù)）。CASA分析視頻記錄的功能更容易實現(xiàn)標準化和更好地實施質(zhì)量保證程序。25第二十五頁，共41頁。

WHO第5版對評估精子活力的溫度條件非常重視，要求每個實驗室都必須標準化。雖然室溫和37℃都可取，但我國幅員遼闊，各地氣溫相差很大，室內(nèi)保溫條件各不相同，唯有統(tǒng)一37℃的恒溫標準才能使檢測結果可以比較。WHO第5版提出：在37℃評估精子活力，保溫板（計數(shù)板）應預熱10分鐘。最好在帶有恒溫載物臺的顯微鏡下進行檢查。同時標本也必須在相同的溫度下孵育。26第二十六頁，共41頁。分析時要注意的細節(jié)1.加樣后應靜置5~15秒再檢查，避免液體流動（漂移）影響判斷。但最好在10分鐘內(nèi)檢查完畢，防止溫度變化和脫水等因素對精子活力的影響。2.為防止干燥影響觀察精子活力的效果，應在距離蓋玻片（實際可檢查范圍）邊緣至少5mm的區(qū)域觀察精子。3.為了避免重復觀察相同的區(qū)域，最好根據(jù)精子濃度利用網(wǎng)格事先隨機選擇視野。在視野中界定的區(qū)域內(nèi)要評估所有精子的活力。

27第二十七頁，共41頁?；盍|(zhì)控必須解決的問題1.檢測全程要采取有效的保溫措施，使檢測標本保持在37℃。2.必須使用高幀速率CCD實時記錄精子運動的連續(xù)軌跡。3.規(guī)定計數(shù)板的間隙標準，統(tǒng)一精子的運動條件。4.利用視頻錄像（包括刻錄軟件和光盤）進行可重復的人工評估。5.高濃度樣本要稀釋。28第二十八頁，共41頁。精子形態(tài)學分析的質(zhì)量控制29第二十九頁，共41頁。精子形態(tài)學分析操作的標準化精子形態(tài)學分析過程中的所有操作步驟都可能影響精子形態(tài)學分析的結果，如精液樣本的洗滌、制片、固定、染色方法、顯微鏡質(zhì)量、自動化分析系統(tǒng)的質(zhì)量等。

30第三十頁，共41頁。正常形態(tài)精子判斷標準的一致性精子頭外形上應該是光滑、輪廓規(guī)則，大體上呈橢圓形，頂體區(qū)可清晰分辨，占頭部的40%~70%，沒有大空泡，并且不超過2個小空泡，空泡大小不超過頭部的20%，頂體后區(qū)不含任何空泡中段應該細長、規(guī)則，大約與頭部長度相等，中段主軸應與頭部長軸成一條直線，殘留胞漿不超過精子頭大小的1/3；主段應該比中段細，均一，長約45um，可以自身卷曲成環(huán)狀，尾部沒有顯示鞭毛折斷的銳利折角。

31第三十一頁，共41頁。α葡糖苷酶、ACP、Zn、果糖等嚴格的標準操作程序（SOP）標準液的吸光度相對恒定或定標室內(nèi)質(zhì)控品（每次與樣本同時檢測）精漿生化檢測的質(zhì)量控制32第三十二頁，共41頁?？咕涌贵w檢測的質(zhì)量控制嚴格的SOP（加樣、稀釋、洗滌、孵育時間等）每次帶有陰、陽性對照準備兩種試劑，陽性樣本復核陽性判斷標準

33第三十三頁，共41頁。QC的實施措施34第三十四頁，共41頁。QC樣本來源購買——比較貴、缺乏，有靶值實驗室制備——費用低，靶值未知精子濃度QC樣本：乳膠珠、保存時間、聚集精子形態(tài)學QC樣本：固定或染色玻片精子活動率QC樣本：錄像帶、DVD視頻、網(wǎng)格膠片精漿生化和AsAb的QC樣本：中、低值精漿，陽性精漿35第三十五頁，共41頁。QC圖——Xbar圖

36第三十六頁，共41頁。

QC圖的基本控制規(guī)則

一個結果在控制線之外隨機誤差3個點中的2個在警告線之外

系統(tǒng)誤差5個點中的4個在警告線之外系統(tǒng)誤差兩個連續(xù)的結果均在上或下控制線之外系統(tǒng)誤差兩個連續(xù)的結果一個在上控制線外，一個在下控制線外隨機誤