目錄 2第一章實驗動物學的基本概念 2 2 4第一章實驗動物給藥量的確定及計算方法 4第一節實驗動物用藥量的計算方法 4第二節動物間劑量換算 4第三節動物給藥劑量的確定 第二章實驗動物的麻醉方法 5 5第四章動物實驗設計的基本原則 6第五章動物實驗數據的收集整理和描述 6第一節有效數字及其誤差的傳遞 6 6第三節常用的數理統計方法 第六章選擇實驗動物的基本原則 7第七章藥理學研究中實驗動物的選擇 第八章動物實驗報告與論文的撰寫及注意事項 8 第一章動物實驗的基本操作 9第一節實驗動物的編號 9第二節動物的捉持和固定 9第三節常用動物的給藥方法 9第四節動物的性別鑒定 第二章動物血液的采集方法 第一節大鼠、小鼠的血液采集方法 第二節家兔、豚鼠的血液采集方法 第三章動物實驗手術基本操作技術 第五章動物各種體液的采集方法 實驗一大鼠、小鼠的實驗基本操作練習 實驗二家兔血清轉氨酶的測定 實驗三劑量的計算和大鼠、小鼠的采血練習 實驗四家兔血壓的測定 實驗五大白鼠腎上腺和小白鼠卵巢摘除術 實驗六離體蛙心實驗 實驗九奎尼丁對實驗性心律失常的影響 表一不同動物采血部位與采血量 表二不同動物的最大安全采血量和最小致死采血量(ml) 表三人和動物間按體表面積折算的等效劑量比值表 表四常用生理溶液的成分和配制 20表五常用非揮發性麻醉藥的劑量 20第一篇實驗動物學基本知識第一章實驗動物學的基本概念一、實驗動物的定義實驗動物是人工飼養，對其攜帶的微生物實行控制，遺傳背景明確或者來源清楚的，用于科學研究、教學、生產、檢定及其科學實驗的動物。通常將用于實驗的各種動物稱為實驗動物，包括實驗動物、家畜(禽)和野生動物三大類。二、實驗動物學的基本內容1、實驗動物育種學：實驗動物育種學主要研究實驗動物遺傳改良和遺傳控制，以及野生動物和家畜的實驗動物化。2、實驗動物醫學：實驗動物醫學專門研究實驗動物疾病的診斷、治療、預防以及它在生物醫學領域里如何應用的科學。3、比較醫學：比較研究所有動物(包括人的)基本生命現象的異同。4、實驗動物生態學：研究實驗動物生存的環境與條件，如動物房舍、動物設施、通風、溫度、濕度、光照、噪聲、籠具、飼料、飲水以及各種墊料等。5、動物實驗技術：研究動物實驗時的各種操作技術和實驗方法，也包括實驗動物本身的飼養管理技術和各種監測技術等。第二章實驗動物的分類一、按微生物學標準分類：按微生物控制的程度，可將實驗動物分為四類：無菌動物、悉生動物、SPF動物和常規動物。1、無菌動物(germfreeanimals,GF):機體內外均無任何寄生物(微生物和寄生蟲)的動物，采用當前的手段無法檢出一切其他生命體，它是在全封閉無菌條件下飼養的動物(如隔離器)。2、悉生動物(gnotobioticanimals,GN):機體內帶有已知微生物的動物，故又稱已知菌動物，它是將已知菌植入動物體內，因植入的菌類數量不同可分為單菌動物、雙菌動物、多菌動物。這兩類動物必須飼養于隔離環境(全封閉無菌條件下)飼養內，飼料、飲水、籠嚴格消毒，確保無菌。飼料中的營養成分必須齊全，滿足無菌動物的需要，特別是維生素類營養物質。無菌動物和悉生動物適用于作一些特殊的研究試驗，如病原研究、微生物之間的關系研究、宿主與微生物之間關系研究、營養與代謝、抗腫瘤研究等。SPF動物，即無特定病原體動物(specificpathogenfreeanimals,SPF),它是機體內無特定的微生物和寄生蟲的動物，但非特定的微生物和寄生蟲是允許存在的，所以實際上就是指無傳染病的健康動物。SPF動物必須飼養于屏障環境中，飼料、飲水、墊料、籠具等必須滅菌，操作人員必須嚴格執行操作規程。4、普通動物普通動物(conventionalanimals,CV),又稱常規動物，是指在一般自然環境中飼養的，允許帶有寄生蟲和細復性較好，適宜作大部分的科研實驗，目前我國已逐步廣泛應用。清潔級動三級動物為SPF動物又稱無特定病原體動物。1、近交系動物連續交配20代以上而培育出來的遺傳上具有高度純合性和穩定性的純品系動物，成為近交系。其近交系數可達遠交系動物也稱“封閉群”動物。1973年日本實驗動物研究會規定5年以上不從外部引種，指在一定群體中4、系統雜交動物系統雜交動物是指兩個不同品系的近交系動物之間雜交產生的第一代雜交動物。此系統雜第二篇動物實驗的相關知識第一章實驗動物給藥量的確定及計算方法第一節實驗動物用藥量的計算方法1、百分濃度：①重量/容量(W/V)法：每100ml溶液中含藥物的克數。②容量/容量(V/V)法：每100ml2、比例濃度：“1:X”,指1g固體或1ml液體溶質，加3、摩爾濃度(mol/L):1000ml溶液中含溶質的摩爾數。4、百萬分濃度(PPM):指一百萬份物質(固體、液體、氣體)中所含藥物或毒物的份數。5、單位(u)和國際單位(IU或iu):通過生物檢定，并與標準品比較，以確定檢品藥物一定量中含有多少效價單位。凡是按國際協議的標準品檢定得的效價單位稱為國際單位。二、中藥制劑濃度表示方法2、復方制劑濃度表示法：除表明藥物的制劑與濃度外，還應附上藥物的組成及相當的生藥量。三、動物實驗藥物劑量的表示方法：一般按mg/kg或g/kg體重計算。①用純藥品或試劑配制溶液時，求所需的藥量：所需藥量=所需溶液量×所需濃求所需濃溶液的量：所需濃溶液量=稀釋溶液濃度×稀釋溶液量/濃溶液濃度2、動物給藥溶液的計算第二節動物間劑量換算舉例：小鼠1mg/只，由表可知人用量為387.9/人，人用量為387.9÷70Kg=5.5mg/kg(2)等效劑量的直接公式中ds是欲求算的B種動物(包括人)的公斤體重劑量，d是已知動物(包括人)A的公斤體重劑量；WA、不同動物的劑量折算系數動物種屬小鼠大鼠豚鼠兔犬人K(折算系數)10.710.620.300.320.11不同動物劑量換算可遵循以下系數換算：人一1,犬、猴—3,兔、貓一5,大鼠、豚鼠一7,小鼠一9的折一、動物給藥劑量的確定1、先用小鼠粗略地探索中毒劑量或致死劑量，然后用小于中毒量的劑量，或取致死量1/10~1/5。2、化學藥3、已有臨床經驗的藥物(中藥或西藥)可按臨床劑量推算。4、確定動物給藥劑量時，要考慮給藥動物的年齡大應為100～200,皮下注射量30～50,肌肉注射量為25～30,靜脈注射量為25。6、確定劑量后，可根據與實驗結果調整劑量。二、給藥量的計算應考慮的問題若已知給藥濃度和給藥劑量，則積范圍后，有時需摸索出適宜的給藥濃度，求給藥次數等(如中藥粗制劑)應考慮助溶問題。兔、犬、猴等都比較適合靜脈麻醉。根據實驗長短選擇麻醉藥物和方法：時間短的可選擇吸入麻醉，或短效靜發性麻醉劑如：乙醚、氯仿等。2、非揮發性麻醉劑(1)戊巴比妥鈉：戊巴比妥鈉麻醉時間不很長，一般可持續3～5小時，十分符合一般實驗要求。所以是最常用的麻醉劑。(2)硫噴妥鈉：麻醉誘導和蘇醒時間短，一次用藥僅可維持數分鐘。(3)水合氯醛：其麻醉量與中毒量很接近，故安全圍小。水合氯醛的常用濃度1%。(4)氨基甲酸乙酯(烏拉坦):此藥是比溫和的麻醉藥，安全度大。烏拉坦常用濃度20～25%。1、滲透壓：配制人工生理溶液要等滲。不同的動物對同一物質的等滲濃度要求不相同。2、各種離子：溶液中含有一定比例的不同電解質的離子Na+、ca2+、K+、Mg2+、OH-是維持組織和器官3、pH的影響：人工生理溶液的pH值一般要求在7~7.8之間。4、能量：葡萄糖能提供組織活動所需的能量，但需臨用時時加入溶液中，特別是氣溫較高時尤應注意。各5、氧氣：有的離體器官需要氧氣，如離體的子宮、離體的兔心、乳頭肌等，一般用95%氧氣、5%C02;在腸管實驗時可以用空氣。二、常用生理溶液的成分和配制詳見附表表四。三、配制人工生理溶液的注意事項1、蒸餾水要新鮮，最好用重蒸餾水。2、配制時要用無水氯化鈣3、配制時如有碳酸氫鈉或有磷酸二氫鈉則必須充分稀釋后才可以加入已經溶好的氯化鈣中，邊加邊攪拌，以免產生混濁和沉淀。4、含有碳酸氫鈉或葡萄糖的溶液，儲存的日期都不能過長。第四章動物實驗設計的基本原則一、對照性原則對照性原則是要求在實驗中設立可與實驗組比較，用以消除各種無關因素影響的對照組。實驗研究一般都把實驗對象隨機分設對照?？梢圆捎猛w對照，即同一動物在施加實驗因素前后所獲得的不同結果和數據各成一組，作為前后的對照，或同一動物在施加實驗因素的一側與不施加實驗因素的另一側作左右的對照；也可采用異體對照，即一組施加實驗因素，一組不施加實驗因素。不作任何實驗處理給生理鹽水進行比較的對照組稱“空白對照”或“陰性對照”;施行正常值、標準值處理進行比較的對照組稱“標準對照”或“陽性對照”。對照各組均應在同一條件下，否則失去對照意義。二、重復性原則重復性原則是指同一處理要設置多個樣本例數。一般估測的樣本數：小動物(小鼠、大鼠)每組10-30例：計量資料每組不少于10例，計數資料每組不少于20例。中等動物(豚鼠、家兔)每組8-20例；計量資料每組不少于8例，計數資料每組不少于20例。大動物(犬、貓)每組6-20例；計量資料每組不少于6例，計數資料每組不少于20例。三、隨機性原則隨機性原則就是按照機遇均等的原則進行分組。其目的是使一切干擾因素造成的實驗誤差盡量減少，而不受實驗者主管因素或其他偏性誤差的影響。隨機化的手段可采用編號卡片抽簽法，隨機數字表或采用計算機的隨機數字一、有效數字有效效字是指包括本位數在內的各位數字，它不包括數字前的零，但包括數字后的零，它與小數點的位置無關。記錄讀數時應由儀表最小刻度值向下估讀一位。二、有效數字的誤差傳遞1、尾數取舍計算值常含有多位小數，其有效位數末位數后的尾數取舍，應按“四舍六入，逢五化偶”的規則(不是四舍五入)。當尾數是五時，如前一位數是偶數則將五舍去；如為奇數則進一，使末位數化為偶數。2、加減計算加減計算時，得數的最大絕對誤差是各實測值絕對誤差之和。亦可按實用簡法計算，即加減得數的小數位數等于或小于實測值中最小的小數位數。3、乘除計算乘除計算時，得數的最大相對誤差是各實測值相對誤差之和。亦可按實用簡法計算，即乘除得數的有效位數等于或小于實測值中最小的有效位數。1、計數資料此類資料對于每一觀察個體而言；沒有量的差異，只存在質的區別，故稱為質反應資料。它指某一特定反應出現或不出現(例如，死亡或存活、有效或無效、嘔吐或不嘔吐、驚厥或不驚厥等)的個數。如扭體故又稱為計數資料。2、計量資料計量資料是藥效統計分析中最常用的資料類型。它通過直接計量而得來的以數量為特征的資料，是用度量衡等計量工具直接測定的。如血壓、體重、血糖、尿量、血細胞數等。常用于計量資間為指標，故特稱為計時(或時反應)資料。觀察指標是某種質反應出現所需的時間或持續時間，這類資料稱計時資料。計時資料的概率分布不如量反應的概率分布對稱，其特點是常不符合常態分布，而呈右偏態，因而計時資料的數據處理不同于一般計量資料。度、無效等。等級資料介于計量資料和計數資料之間，可比計數資料獲得更多的信息，但不如計量資料及計時資料準確，且常偏離正態，因而需要應用非參數方法進行統計分析。第三節常用的數理統計方法配對資料配對資料——t檢驗方差齊多組對比：綜合對比用方差分析，兩藥對比用q檢驗方差不齊：<校正t值法計量資料第六章選擇實驗動物的基本原則1、相似性原則：相似性原則是指利用動物與人類某些機能、代謝、結構及疾病特點的相似性選擇實驗動物。的和要求的動物。遺傳學、微生物學、環境及營養控制的標準化實驗動物，才能排除微生物及潛在疾病對實驗結果的影響，排除因遺傳污染而造成的個體差異。體差異，選擇時，除了注意動物的種類及品系外，還應考慮到動物的年齡、體重、性別、生理及健康狀況等，符合規格，這也是保證實驗結果可靠性和可重復性的一個重要環節。前提下，盡量做到方法簡便和降低成本，選用易于獲得、最經濟和最易飼養管理的實驗動物。第七章藥理學研究中實驗動物的選擇一、作用于神經系統的藥物研究中促智藥研究一般使用健康成年的小鼠和大鼠。除非特定需要，一般不選用幼鼠或老年鼠。鎮痛藥研究均需在整體動物上進行，常用成年小鼠、大鼠、兔，必要時但在熱板法或是跖刺激法試驗中，不用雄性動物，調血脂藥物研究一般選用大鼠、家兔，尤其是遺傳性高脂血癥WUHL兔是良好的模型動物。在研究藥物對心臟的作用時，可選擇青蛙和蟾蜍，因為它們的心臟祛痰藥研究一般選用雄性小鼠、兔或貓，用來觀察藥物對呼吸道分泌的會影響實驗結果，不宜采用六、作用于內分泌系統的藥物研究集尿樣。H?受體激動藥物或阻斷藥物研究首選動物是豚鼠，動物實驗報告一般包括實驗名稱、實驗目的、實驗材料、實驗1.實驗名稱2.實驗目的3.實驗材料5.實驗結果實驗結果是在實驗過程產生的現象和數據的進行統計學處理，形成實驗結果，正式寫進實驗報告中。實驗結果的表示方法可以用表格、圖表、曲線等方式。如果必須敘述，文字一定要簡明扼要，避免圖、文重復。6.實驗結論實驗結論是根據實驗過程觀察到的現象和測得的數據等感性材料進行理論上的分析、推理而產生的理性認識的客觀表述。實驗結論不是實驗結果的簡單重復。1.應準確描述實驗動物的品種或品系名稱，并規范化，避免使用通俗稱謂，如SD大鼠不能寫成SD大白鼠。大白鼠、小白鼠的描述均與學術論文不相符的，也是不準確的俗稱。2.應準確描述試驗中所用動物的雌雄性別比例、數量、體重、年齡等。撰寫實驗報告應突出真實性、可重復性和可操作性。3.統計名詞及符號的書寫要求：樣本的算術平均數用英文小斜體x,不用大斜體X或M;標準差用英文小斜體s不用SD;標準誤用英文大斜體S加下角小斜體x,即Sx,不用SE或SEM;t檢驗用英文小斜體t;卡方檢驗用希臘文小斜體x2;概率用英文大斜體P;樣本用英文小斜體n。NO.9大鼠和小鼠的編號一般都用不同顏料涂染皮毛的方法來標記，常用的涂染化學品如下①涂染黃色用3～5%苦味酸溶液；②涂紅色用0.5%品紅溶液等。前者最常用。在動物固定的不同部位涂上苦味酸斑點表示不同號碼。一般習慣在左前腿上為1,腰部為2,在左后腿上為3,在頭部為4,在正中為5,在尾基部位6,在右前腿為7,在右側要不為8,在右后退上為9,不涂染鼠為10。如果試驗時動物編號超過10,可在動物同一部位上再涂染另一種涂染劑。NO.9標記方法如圖。一、小白鼠的捉持：捉拿時可先用右手抓住并提起鼠尾，置于實驗臺或鼠籠上，并稍向后拉；用左手的拇指和食指抓住小鼠兩耳后頸背部的皮膚，將鼠置于左手心中，拉直后肢，以無名指及小指按住鼠尾或小鼠的左后肢二、大白鼠的持：大白鼠的捉拿時，可戴上手套。實驗者可用右手捉住鼠尾，放在實驗臺或鼠籠上，并稍向后拉；左手掌面向鼠背，食指和中指壓住鼠的頭頂，拇指和無名指分別從鼠的兩腋下插入，將鼠的兩前肢卡住；或拽緊鼠后頸及后背皮膚即可。三、家兔的捉持：用一手抓住家兔頸背部皮膚，將兔提起，另一手托其臀部，使兔呈坐位姿勢。一、小鼠、大鼠常用的給藥方法1、灌胃(ig):左手將動物固定后，右手持裝有灌胃針頭的注射器，自口角進針，沿上腭向鼠口腔的后下方插入食管。一般的給藥量小鼠為0.1～0.3ml/10g,大鼠為1~2.0ml/100g。2、皮下注射(sc):常在背部皮下注射。一手固定動物，另一只手注射給藥。一般給藥量小鼠為0.1~0.20ml/10g,大鼠為1ml/100g。3、腹腔注射(ip):左手固定動物，右手持注射器，從下腹部外側，呈45度角刺入腹腔，進針約3~5mm,一般給藥量小鼠為0.1～0.3ml/10g,大鼠1～2.0ml/100g。無名指和掌部夾住鼠尾及一側后肢，右手持注射器刺入后肢肌肉給藥。5、尾靜脈注射(iv):將動物固定，鼠尾巴露在外面，用70%~75%的酒精棉球擦尾部，或將鼠尾浸入45~50℃溫水中。待尾部左右靜脈擴張后，左手拉著尾，右手進針。小鼠一般的給藥量為0.1～0.2ml/10g。1、灌胃：(略)/kg,腹腔1.0～5.0ml/kg)。為0.2～2.0ml/kg,等滲藥液可達10ml/kg。一般情況下，哺乳類動物性別依據動物的肛門與外生殖器1、頸椎脫臼法：本法常用于小鼠的處死。左手拇指、食指用力向下按住鼠頭，同時右手抓住鼠尾用力向后3、擊打法：提起鼠尾，用力棒擊頭部，或用小木棰打擊頭部，鼠痙攣立即死亡。家兔也可采用此法。一、眶靜脈叢(竇)采血側，使眶靜脈叢(竇)充血。右手持注射器或硬質毛細玻璃管，用采血管由眼內角在眼瞼和眼球之間向喉頭方向刺入。若為針頭，其斜面先向眼球，刺入后再轉180°角使斜面對著眼眶后界。刺入深度：小鼠約2mm~大鼠約4mm～5mm。然后將采血管保持水去眼球，并將鼠倒置，頭向下，眼眶內很快流出血液。一般取血量約為小鼠體重4%～5%。首先將動物尾巴置于45℃~50℃熱水中，泡數分鐘，也可用酒精或二甲苯反復擦拭，使尾部血管擴張，擦干，剪去尾尖(小鼠約1~2mm,大鼠5～10mm),血自尾尖流出，讓血液滴入盛器或直接用吸管吸取。也可用試大、小鼠可從頸動(靜)脈、股動(靜)脈等大血管采血。在這些部位取血均需麻醉后固定動物，然后作動(靜)脈分離手術，使其暴露清楚后，用注射器沿大血管平行方向刺入，抽取所需血量。小鼠、大鼠還可以從腹主動脈采血。首先進行深麻醉，仰臥位固定，打開位置較深，不清晰，易刺透血管造成皮下出血。一般用6號針頭采血。取血完畢后注意止血。此法一次可抽取指輕彈或用二甲苯涂擦血管局部。用6號針頭沿耳緣靜脈遠心端刺入血管。也可以用刀片在血管上切一小口，讓血液自然流出即可。取血后，用棉球壓迫止血。此法一次可采血5ml～10ml。將兔仰臥固定，用左手觸摸左側第3~4肋間，選擇心跳最明顯處穿刺。一般由胸骨左緣外3mm處將注射針頭插入第3~4肋間隙。當針頭正確刺入心臟時，由于心搏的力量，血會自然進入注射器。采血中回血不好或動物躁動時應拔出注射器，重新確認后再次穿刺采血。經6天~7天后，可以重復進行心臟采血。根據實驗要求確定手術切口的部位及大小。切開時先繃緊皮膚，將刀刃與皮膚切口整齊不偏斜。切開皮及皮下組織時，一定要求按解剖層次逐層切開，注意止血，避免損傷深層的重要組織器官。組織分離1、銳性分離：用刀、剪等銳性器械作直接切割的方法，該法用于皮膚、粘膜、各種組織的精細解剖和緊密粘連的分離。使用刀柄、止血鉗、剝離器或手指等分離肌肉、筋膜間隙的疏松；結締組織的方法。止血是手術操作中的重要環節。手術過程中止血完美與否，不僅直接影響手術部位的顯露和手術操作，而且關系到手術后動物的安全、切口愈合的好壞以及是否造成并發癥等。術中止血必須準確、迅速、可靠。術中止血方法有：1、壓迫止血：手術中出血一般可先用無菌紗布或擰干的溫熱鹽水紗布按壓片刻，切勿用紗布擦拭，以減少組織損傷。2、鉗夾止血：用止血鉗與血流方向垂直夾住血管斷端，停留一段時間后取下止血鉗。3、結扎止血：出血點用紗布壓迫蘸吸后，用止血鉗夾住血管斷端，再用絲線結扎止血。結扎時，先豎起止血鉗，將結扎線繞過鉗夾點之下。動物尸檢是動物實驗中的一個重要方法，通過對實驗動物進行病理解剖觀察，可對實驗結果進行判定，也可分析死亡原因等。具體尸檢方法時，應首先復查動物編號、性別和實驗分組，記錄死亡或活殺時間、解剖時間。然后檢查動物外形：年齡、胖瘦、毛色、皮膚出血情況，生殖器官病變情況等。在完成尸體外部檢查之后，為了全面而系統地檢查尸體內外所呈現的病理變化，需要采出臟器檢查，而必須要按照一定的順序進行。雖然各種動物大小不一，解剖結構不同，某些疾病的特殊要求，以及剖檢者的習慣不同，剖檢順序有一定的靈活性，但常規臟器采出與檢查一般遵循下列順序：剝皮和皮下檢查一腹腔的剖開和腹腔臟器的視查→胸腔的剖開和胸腔臟器的視查→腹腔臟器的采出→胸腔臟器的采出→口腔和頸部器官的采出→骨盆腔臟器的采出和檢查→顱腔剖開和腦的采出與檢查→鼻腔的剖開和檢查→脊椎管的剖開和脊髓的采出與檢查→肌肉和關節的檢查→骨和骨髓的檢查。第五章動物各種體液的采集方法一、尿液的采集方法1.代謝籠采集尿液將動物放在特制的籠內飼養，動物排便時，可通過籠子底部的大小便分離漏斗，將尿液與糞便分開，達到采集尿液的目的。2.輸尿管插管采集尿液在動物輸尿管內插一根塑料套管收集尿液。適用于兔、貓、犬等。3.膀胱手術插管采集尿液一般用于犬等較大動物。4.穿刺膀胱采集尿液二、膽汁、胰液、腸液的收集方法(一)膽汁的收集方法一般采取手術收集。以大鼠為例，手術前禁食16小時～18小時，飲2.5%葡萄糖鹽水。將動物腹腔麻醉后，仰臥于實驗臺上，從背至腹中線去毛、消毒。自劍突下及腹中線做3cm~5cm的切口。肌肉鈍性分離，切開腹膜，暴露腹腔，將肝臟向上翻起。在門靜脈一側，找出肝、膽總管。分離出膽總管，在膽總管靠近十二指腸的膨大后端剪開小切口，用剪成斜口的聚乙烯管尖端由此插入，一直向上插入至肝總管后，結扎固定，可收取膽汁。注意：若插管前端插在膽總管處，收集到的將是膽汁和胰液混合液。為準確起見，可在肝總管處剪切口插入。大鼠的胰液收集麻醉大鼠，在固定板上仰臥固定。上腹部劍狀突部位下作3cm左右腹正中切口，找出十二指腸和胃的交界處，用線在交界處穿線備用。然后找到膽總管。大鼠胰管很多，包括前大胰腺管、后大胰腺管，以及許多小胰腺管。大鼠的所有胰腺管均不直接開口于十二指腸而都開口于膽總管。因而膽總管是由肝總管和許多胰管一起匯合而成，并開口于十二指腸。肝總管由來自各肝葉的肝管匯集而成。在膽總管和十二指腸交界處，分離出膽總管，分離完畢，從膽總管下穿兩根線，靠腸管的一根結扎，作為牽引線。用眼科剪在膽總管壁剪一小斜口，將制作好的胰液收集管插入小口內。插進后，可見黃色膽汁和胰液混合液流出，結扎并固定，此管供收集胰液用。然后順著膽總管向上可找到肝總管，結扎。此時，在胰液收集管內可見有白色胰液流，(三)腸液的收集方法一般采用腸造瘺術收集腸液。1、練習動物的編號、雌雄的鑒別和處死方法。2、灌胃給予大、小鼠、豚鼠10%碳末混懸液，并熟練掌握之。3、靜脈給予大、小鼠1%伊文氏藍生理鹽水溶液。【實驗目的】學習和掌握家兔的取血方法、血清的制備方法，熟悉轉氨酶的測定方法?！緦嶒灢牧稀?22分光光度計、試管、吸量管、恒溫水浴鍋、家兔、注射器、1.0mol/L磷酸鹽緩沖液(pH7.4)底物液、丙酮酸標準液、2,4-二硝基苯肼、0.4mol/LNaOH等。【原理】]血清谷丙轉氨酶作用于丙氨酸及α一酮戊二酸，結果生成谷氨酸與丙酮液。丙酮酸與2,4-二硝基苯肼作用，生成二硝基苯腙，此物在堿性溶液中顯紅棕色，與經同樣處理的標準丙酮酸比色，求得丙酮酸的生成量以表示酶的活性?！緦嶒灢襟E】取家兔一只，耳緣靜脈或心臟取血2~5ml,沿試管壁緩慢加入試管中，靜止30分鐘，3000轉離心5分鐘。用吸管吸取上層液血清，加入試管中，另取3支試管連同這支試管共4支試管，編號，按下表加試劑 標準管標準空白管丙酮酸標準液——新鮮血清一 底物液(已在37℃保溫過) 1.0mol/L磷酸鹽緩沖液——混勻各管，置于37℃保溫30分鐘，再按下表加入試劑：充分混勻，繼續在原水浴中保溫20分鐘，取出，每管加入0.4mol/LNaOH5ml,混勻，靜置10分鐘后，用721型分光光度計比色，波長520nm,以蒸餾水校正零點，測定各管光密度。本法所規定的谷丙轉氨酶活性單位的定義是：1ml血清于37℃與底物作用30分鐘，產生2.5ml丙酮酸為1個谷丙轉氨酶單位。再根據單位定義，換算為每ml血清內谷丙轉氨酶活力單位。正常值：2—40單位/ml血清實驗三劑量的計算和大鼠和小鼠的采血練習1、劑量的計算：已知戊巴比妥鈉人用的口服催眠劑量為50~100mg/次，試計算大鼠、小鼠灌胃和肌肉注2、大鼠和小鼠的采血練習，眶靜脈叢(竇)采血、眶動脈和眶靜脈取血(摘眼球采血)、腹主動脈采血、斷頭采血等。[實驗材料]家兔、手術刀、手術剪、民用剪、眼科剪、止血鉗、氣管插管、動脈插管、動脈夾、靜脈插管、壓力換能器、電腦及記錄裝置、注射器、頭皮靜脈針、藥棉、紗布、1%肝素溶液、生理鹽水、20%烏拉坦溶液、0.002%鹽酸腎上腺素溶液、0.001%鹽酸異丙腎上腺素、0.5甲磺酸酚妥拉明、0.1%鹽酸心得安、0.1%氯化乙酰膽1.家兔一只，稱重，找到耳緣靜脈，插入與注射器相連的頭皮靜脈針頭，用膠布固定。頭皮靜脈針頭的另一端與大號的注射器連接，緩慢而連續的推注生理鹽水或藥物，以免堵塞針頭。耳緣靜脈注射20%烏拉坦溶液1.0~2、剪去頸部的毛，正中切開頸部皮膚，分離氣管。在氣管上作一個“T”形切口，插入氣管插管，結扎固定。分離頸總動脈，在頸總動脈下穿兩根線，用動脈夾夾住頸總動脈近心端，結扎頸總動脈遠心端。耳靜脈注射1%肝素溶液10mg/kg,體內抗凝。然后用注射器將1%的肝素溶液注入壓力傳感器頭部的三通處，并將其內充滿。插入與壓力換能器相連的動脈插管，結扎3、打開電腦，點擊桌面中BL—410圖標，進入主菜單，再點擊生理、藥理實驗項，選擇血壓的實驗項目進先描記一段正常血壓曲線，然后依次向與靜脈插管相連的橡皮管內注射藥物。每次給藥后立即由滴定管放出生理鹽水2ml,將藥物沖入靜脈，觀察所引起的血壓變化。待血壓恢復原水平或平穩后，再給下一藥物。鹽酸腎上腺素3μg/kg(0.002%溶液0.15ml/kg)。鹽酸異丙腎上腺素3μg/kg(0.002%溶液0.15ml/kg)。鹽酸腎上腺素3μg/kg(0.002%溶液0.15ml/kg),酚妥拉明1mg/kg(1%溶液0.1ml/kg)。[實驗目的]學習腎上腺摘除的方法。[實驗材料]大白鼠固定臺、常用手術器械、乙醚、70%酒精、大白鼠3.牽動皮膚切口，暴露左側肋骨下緣靠肋脊角處，將后腹壁剪開約0.5cm的切口，略將內臟上推，找到腎4.用眼科鑷將腎上腺摘出，注意不要弄破被膜，以保持腺體完整。如有出血以小棉球輕(二)小白鼠卵巢摘除術[實驗目的]學習大、小白鼠卵巢摘除方法。[實驗材料]小白鼠固定臺、常用手術器械、]乙醚、70%酒精、小白鼠[方法]2、剪除腰背部毛，沿腰脊柱作一長1~1.5em的皮膚切口，然后向一側牽開皮膚切口，通過薄膜的一層腰部3、在子宮上端與卵巢之間用線結扎，切除卵巢(小白鼠可不結扎),把子宮送回原處，縫合皮膚。[實驗目的]學習斯氏離體蛙心灌注法，觀察強心苷對離體蛙心收縮強度、頻率和[實驗材料]蛙或蟾蜍兩只、蛙板、手術器械、探針、斯氏蛙心插管、蛙心夾、張力換能器、電雙凹夾、張力換能器、長柄木夾、任氏液、低鈣任氏液、毒毛花甙K溶液(0.25mg/ml)等。[實驗方法]1、取蛙或蟾蜍1只，用探針破腦及脊髓，背位置于蛙板上。剪開胸部皮膚、肌肉及胸骨，打開胸腔，剪破2、在主動脈干下穿一根線，打好松結，備結扎插管用。在左動脈上剪一V型脈竇以把其余血管一起結扎，在結扎處下剪斷血管使心臟離體。用滴管吸取插管內血液，并用任氏直無血色，使插管內保留1.5ml左右的任氏液。4、打開電腦，點擊桌面中BL—410圖標，進入主菜單，再點擊進行實驗，在電腦上紀錄心臟搏動情況。5、記錄一段正常心博曲線后，依次換加以下藥液。每加一種藥液后，密切注意心臟收縮強度、心率等方面(1)換入低鈣任氏液。(2)當心臟收縮顯著減弱時，向插管內加入向插管內加入2.5%毒毛花甙K溶液0.05～0.1ml。然后換入任氏液，使心臟收縮恢復正常。[注意事項]在實驗中以低鈣任氏液灌注蛙心，使心臟的收縮減弱，可以提高心肌對藥物的敏感性。實驗七藥物的抗驚厥作用[實驗目的]觀察苯巴比妥鈉對藥物性驚厥的對抗作用。[實驗材料]鼠籠、電子天平、注射器、1%戊四氮溶液、0.5%苯巴比妥鈉溶液，生理鹽水、小白鼠等。[實驗步驟]取小白鼠2只，稱重，編號，甲鼠腹腔注射0.5%苯巴比妥鈉溶液0.1ml/10g(0.5mg/10g),乙鼠腹腔等容量的生理鹽水作對照，10分鐘后兩鼠均皮下注射1%戊四氮溶液0.1ml/10g(1mg/10g),觀察兩鼠出現驚厥(以后肢伸直為驚厥指標)的時間及程度有何不同。[結果]鼠號藥物劑量(mg/kg)出現驚厥的時間(分)匯總全班的實驗結果，并進行t檢驗。表2苯巴比妥對藥物致驚法的抗驚厥作用(x±s)組別出現驚厥的時間苯巴比妥鈉[思考題]根據實驗結果討論苯巴比妥鈉的抗驚厥作用。(一)苯巴比妥電刺激法的抗驚厥作用[實驗目的]觀察苯妥英鈉和苯巴比妥對電驚厥的保護作用。[實驗原理]以一強電流刺激小鼠頭顱可引起全身強直性驚厥，藥物預防強直性驚厥發生可初步推測該藥有抗癲癇大發作的作用。[實驗材料]小鼠、注射器、藥理生理多用儀、0.5%苯妥英鈉溶液、0.5%苯巴比妥溶液、生理鹽水等。[實驗方法]1、將藥理生理多用儀的刺激方式旋鈕置于“單次”位置，“A”頻率置于“2Hz”,后面板上的開關撥向“工作”一邊，電壓調至140～160為宜(最大電壓為170伏)。將輸出線前端的兩鱷魚夾用生理鹽水浸濕，分別夾在小鼠兩耳上。接通電源，按下“啟動”按鈕，即可使小鼠產生前肢屈曲，后肢伸直的強直性驚厥。(如未產生強直驚厥，可將“頻率”旋鈕撥到“4Hz”試之，否則另換小鼠)。每實驗小組選擇3只典型強直驚厥小鼠，稱重，標記。分別腹腔注射苯妥英鈉0.75mg/10g(0.5%溶液0.15ml/10g),苯巴比妥0.75mg/10g(0.5%溶液0.15ml/10g)及生理鹽水0.15ml/10g。給藥后40分鐘，再以原電流強度給予刺激，觀察并記錄各鼠是否出現掙扎反應或強直驚厥。鼠號給藥后實驗完畢后，匯總全班的實驗結果，并進行x2檢驗。組別苯巴比妥鈉2、引起驚厥的刺激電流參數因動物的個體而3動物驚厥可分為潛伏期、僵直屈曲期、后肢伸直期、陣攣期以及恢復期五個期。()化學刺激法觀察藥物的鎮痛作用[實驗目的]觀察杜冷丁、顱通定的鎮痛效果，掌握扭體法鎮痛實驗方法；學習質反應的x2檢驗方法。[實驗材料]1ml注射器、鼠籠、天平、秒表。[藥品]0.2%杜冷丁生理鹽水溶液、0.2%顱通定生理鹽水溶液、0.05%酒石酸銻鉀溶液(或0.4%醋酸溶液)。[動物]昆明種小白鼠(體重18～22克，雌雄兼用)。[實驗方法及步驟]取小鼠3只，隨機分為三組，每組10只。分別按0.1ml/10g腹腔注射給藥，甲鼠注射0.2%杜冷丁生理鹽水溶液；乙鼠腹腔注射顱通定生理鹽水溶液；丙鼠注射等容量的生理鹽水作對照。給藥30分鐘后，每鼠均腹腔注射0.05%酒石酸銻鉀0.3ml/只，觀察注射致痛劑10分鐘內產生扭體反應的動物數。(扭體反應的標[結果]匯總全班的實驗結果，并進行x2檢驗；同時將所測的痛閾值代入下列公式計算：藥物對小鼠的鎮痛作用(表1)鼠號藥物杜冷丁顱通定藥物對小鼠的鎮痛作用(表2)組別生理鹽水組杜冷丁組顱通定組(二)用熱板法觀察藥物的鎮痛作用[實驗目的]用熱板法觀察鎮痛藥物的鎮痛效應，學習量反應的t檢驗方法。[實驗材料]1ml注射器、鼠籠、天平、水浴鍋、燒杯、秒表、0.2%杜冷丁生理鹽水溶液、0.2%顱通定生理鹽水溶液、雌性小白鼠。[實驗步驟]1、準備工作于電熱恒溫水浴鍋內適量水，接通電源使之加熱。水浴上部放置一大